1.1  主要仪器与试剂

1.2  实验方法

1.2.1  人参皂苷的分离纯化

利用酸水解法高效富集和制备稀有人参皂苷。将人参粉放入烧杯中，加入含5% DL-酒石酸溶液后将烧杯放置在油浴锅中加热，使皂苷进行酸化水解反应。

1.2.2  ALI小鼠模型的建立及分组

将CCl₄溶于茶油至其含量为0.2%后使用磁力搅拌器搅拌4 h使得溶液完全混匀。50只SPF级雄性C57BL/6小鼠随机分为5组，每组10只。动物模型分组情况为空白组、0.2%CCl₄模型组（10 mL/kg）、Rk3（100 mg/kg）+ CCl₄（10 mL/kg）组、Rg5（100 mg/kg）+CCl₄（10 mL/kg）组、Rh4（100 mg/kg）+CCl₄（10 mL/kg）组。

1.2.3  血清生化指标测定

人参皂苷给药结束后，小鼠禁食2 h后注射乙醚使其麻醉，从眼眶静脉丛采集血样，采血结束后断颈法处死实验小鼠。在4 ℃下，用3000 r/min离心15 min，将全血标本放入新的EP试管。采用全自动生化分析仪，按说明书要求测定血清谷丙转氨酶（ALT）和谷草转氨酶（AST）的含量。

1.2.4  肝脏组织学分析

1.2.5  肝脏脂质过氧化水平检测

1.2.6  实时荧光定量PCR（RT-qPCR）

1.2.7  统计学分析

使用GraphPad Prism 9.0和IBM SPSS Statistics 21.0（SPSS Inc. USA）进行数据处理。所有实验独立重复3次，实验结果以“平均值（mean）±标准偏差（standard deviation，SD）”的形式表示。*p < 0.05即认为结果具有显著性，有统计学意义。

2.1  人参皂苷的制备与纯化

使用大孔吸附树脂和高效液相色谱分离纯化三醇组人参皂苷，并对分离出的三醇组皂苷进行检测鉴定。通过单因素实验设计控制洗脱液乙醇的浓度优化分离纯化工艺。HPLC分离人参皂苷Rk3、Rg5、Rh4结果如图2所示。

2.2  人参皂苷对小鼠体重影响

每日10:00记录小鼠体重，得到人参皂苷对小鼠体重影响结果如图4所示，灌胃人参皂苷Rk3、Rg5、Rh4对小鼠体重并无明显影响，即人参皂苷Rk3、Rg5、Rh4对小鼠无明显毒性作用。

2.3  人参皂苷改善肝脏组织病理形态

如图5所示，与对照组相比，CCl₄主要造成了小鼠肝细胞的坏死灶病理损伤，以中央静脉为中心的肝细胞坏死灶分散分布；病灶内的坏死肝细胞细胞核消失，细胞膜溶解，胞浆呈淡粉红颗粒状；肝细胞坏死呈弥散性分布，主要集中于中心静脉，病灶中的胞膜溶解、胞质变浅粉色；且伴随淋巴细胞浸润。与模型组相比，人参皂苷给药组肝细胞坏死灶数量减少，且淋巴细胞浸润减少，其中人参皂苷Rg5的效果最为明显。

2.4  人参皂苷改善ALI引起的肝功能受损

人参皂苷对急性肝损伤小鼠血清谷丙转氨酶（ALT）及谷丙转氨酶（AST）活力的影响如图6所示。

2.5  参皂苷改善ALI引起的氧化应激反应

人参皂苷对小鼠急性肝损伤时丙二醛（MDA）、超氧化物歧化酶（SOD）和谷胱甘肽过氧化物酶（GSH-Px）含量的影响结果见图7。

2.6  人参皂苷对于ALI的炎症相关基因表达的影响

2.7  讨论

本研究发现，CCl₄模型组小鼠相较于对照组，其SOD及GSH-Px水平都明显升高，而给予人参皂苷Rk3、Rg5、Rh4进行灌胃治疗的小鼠相对模型组均有所改善，其中Rg5效果最佳。CCl4可在肝脏中引发以IL-6，TNF-α等为主要特征的炎性因子的炎症反应^[34]。IL-6能刺激T淋巴细胞分化、增殖，从而加重机体的炎症反应；前期研究发现，TNF-α可激活NF-κB信号通路，促进炎症反应，加重肝脏损伤^{[35, 36]}。Rk3、Rg5和Rh4能够抑制IL-6及TNF-α mRNA的表达，且以Rg5的作用最明显。